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I.II. Ficha para la vigilancia de la Resistencia bacteriana

INSTITUTO DE MEDICINA TROPICAL "PEDRO KOURI"

Laboratorio Nacional de Referencia e Investigaciones en Tuberculosis y Micobacterias

Centro Colaborador OPS/OMS


Cuestionario para el envio de cepas de Mycobacterium tuberculosis para la determinación de la resistencia


1. Nombre(s) y apellidos

2. Sexo 3. Edad

4. Nacionalidad 5. Raza

6. Unidad de Salud 7. Municipio y Provincia

8. Material examinado

9. Examen Directo Fecha Codificación

10. Examen por Cultivo Fecha Codificación

11. Ha sido tratado anteriormente con drogas antituberculosas (por 30 días o más):

Si No Fecha

Cuál o Cuales drogas?

12. Fecha de diagnóstico

13. Fecha de inicio del tratamiento actual

Fecha de tratamientos anteriores

14. Se realizó prueba VIH? Si No Resultado Fecha

15. Categoria de caso: - Caso nuevo (Notificado por 1ra vez) Si No

- Fallo de tratamiento Si No

- Recaida después de curado Si No

- Crónico (Con varios retratamientos Si No

- Abandono (y reingreso al tratamiento) Si No

16. Estudio de cepa para retratamiento Si No

17. Otros datos que considere importantes








____________________________________________ ________________

Firma y Nombre del Funcionario Encuestador Fecha de Encuesta

INSTITUTO DE MEDICINA TROPICAL "PEDRO KOURI"

Laboratorio Nacional de Referencia e Investigaciones en Tuberculosis y Micobacterias

Centro Colaborador OPS/OMS


INSTRUCTIVO

Para el cuestionario sobre el envío de cepas de Mycobacterium tuberculosis para la determinación de la resistencia.


INTRODUCCION:

La encuesta de resistencia en cepas circulantes en todo el país es un trabajo fundamental del Programa Nacional de Control de la Tuberculosis para mantener una vigilancia sistemática de este fenómeno. La información obtenida es de vital importancia para la estrategia de la quimioterapia masiva. Por otro lado, debido a que Cuba es uno de los países que participa en la Encuesta Mundial que coordina la OMS/UICTER sobre resistencia es necesario coincidir en cuanto a criterios y definiciones para poder unificar y comparar la información de todos los países participantes.


Es por ello que ha sido necesario modificar este cuestionario para la recogida de datos con mayor certeza y la adopción de los criterios y definiciones mencionados.


Instrucciones sobre el cuestionario

  • Los incisos del 1 al 8 se explican por solos.


9. El resultado de la baciloscopía y la fecha última en que se realizó es fundamental, así como su codificación.


10. La fecha de obtención del cultivo y su codificación son también de gran importancia.


11. El dato de si se ha tratado anteriormente a su notificación es el más importante pues con el se define el tipo de resistencia.


Este dato en entrevista con el paciente y el estudio de la Historia Clínica debe recogerse acuciosamente hasta agotar todas las posibilidades.


Debemos acogernos a lo que es una definición de "caso tratado anteriormente": Es aquel que ha recibido tratamiento por 30 días o más.


Aquellos pacientes a los que se les ha administrado uno o más medicamentos por menos de 30 días se consideran No tratados anteriormente (Caso Nuevo).


Se debe tener en cuenta que estos datos se toman antes de realizar la prueba.


Después de realizar la prueba si la cepa resulta resistente se debe volver a repetir la investigación con el interrogatorio para confirmar el tipo de resistencia con mayor certeza.


12. Esta fecha se refiere al diagnóstico bacteriológico.


13. Se refiere cuando es un "caso nuevo", al tratamiento actual. Si es de otra "categoría" debe informarse inicio del actual y de los anteriores.


14. Se explica por si solo.


15. Categoría de caso: la clasificación de los casos es fundamental en los estudios de resistencia en especial; para definir prevalencia.


Es necesario que fe cada cepa aislada se informe del paciente su categoría:


CASO NUEVO: Todo caso que se notifica por primera vez


FRACASO: Los pacientes que al cuarto mes de tratamiento y a la terminación de este continúan positivos.


RECAIDA: Es todo caso que después de terminado el tratamiento y dado de alta como curado, regresa de nuevo positivo.


ABANDONO: Es todo aquel paciente que después de suspendido durante un tiempo, reingresa de nuevo al tratamiento.


16. Estudio de resistencia para retratamiento.


Las cepas que se envían para estudio de resistencia con vistas a retratamiento deben ser indicadas por el especialista correspondiente fundamentando su envío.


En la Encuesta Mundial solo se investiga resistencia a 4 drogas: Isoniacida, Rifampicina, Estreptomicina y Etambutol.


Otras observaciones


Todos los casos con baciloscopía positiva deben ser cultivados y enviadas las cepas al Laboratorio Nacional de Referencia de Tuberculosis (LNRT) del IPK.


Para el envío de micobacterias no tuberculosas (MNT o Atípicas) pueden enviarse en el mismo cuestionario, los datos solo deben añadirse en "Otros" si la misma cepa ha sido aislada dos o más veces en el mismo paciente, además deben informarse síntomas y/o imágenes radiográficas u otros datos que hagan sospechar una micobacteriosis.


I.III. Medidas de seguridad en los laboratorios de diagnóstico de la TB y otras micobacterias.


Chequeo del personal

A todo el personal que comienza a trabajar en un laboratorio de estudios de la TB se le realizará rayos X de tórax y prueba de Mantoux; si esta última es negativa, se vacuna con BCG. Estos exámenes se deben repetir cada año.


Medidas generales

Entre las condiciones

  1. Ventilación adecuada y baño de emergencia.

  2. Cepillos de mano y detergentes.

  3. Ropa sanitaria para trabajar (camisa, pantalón, gorro o turbante y tapa boca).


Sobre las muestras recibidas

  1. Los frascos se recibirán tapados, sin signos de contaminación exterior por la muestra, y con la identificación del paciente (nombre y apellidos).

  2. Las indicaciones deberán llegar separadas de los frascos.

  3. Al terminar el procesamiento de las muestras, todos los frascos serán esterilizados en autoclave, al igual que los materiales usados. En el caso de las tapas que no puedan ser esterilizadas en autoclave la desinfección se hará con fenol al 5%, para evitar su deterioro. Las pipetas se colocarán sumergidas en agua destilada, en cubetas con tapas para esterilizar en autoclave. Sólo después serán lavadas y preparadas para su esterilización definitiva y nuevo uso.


Pipeteo del material y suspensiones bacterianas

En todos los casos deberán usarse dispositivos de goma (propipetas) o pipetas automáticas. Nunca se deben pipetear con la boca los materiales patógenos ni los productos tóxicos. Además deben observarse los requisitos siguientes:

  1. Prestar una atención concentrada a la actividad.

  2. Usar pipetas adecuadas, con margen de longitud amplio del cero al extremo superior.

  3. Lograr amplia visibilidad de la columna aspirada.

  4. Comprobar que la punta esté completamente entera.

  5. Usar tapón de goma superior adecuadamente ajustado y completamente seco; evitar que se humedezca y flamearlo antes de usar.

  6. Realizar una succión suave y controlada sobre la columna aspirada.


Aerosoles

  1. En todos los choques de líquidos ocurren torbellinos con formación de aerosoles, (como sucede en los choques de los chorros de agua, en la agitación de los frascos y tubos, en la centrifugación, etc.

  2. Contra el material de muestra o sus receptáculos no deben proyectarse chorros de agua, pues hay un intenso desprendimiento de goticas infectadas en el aerosol desprendido (ejemplo: contra muestras y sus recipientes o contra animales y receptáculos infectados en necropsias y otra manipulación técnica o de limpieza).

  3. Los frascos que se agitan para homogeneizar o los tubos que se centrifugan no deben destaparse de inmediato, sino después de algunos minutos de reposo, pues si se destapa de inmediato pueden desprender goticas de aerosol que caen en las mesas y pueden ser inhaladas.


Rotura de recipientes o tubos de cultivo

Cuando accidentalmente se rompe un frasco o tubo contaminado, debe actuarse de inmediato; antes de que se seque, el material derramado debe ser cubierto con algodón, para evitar que se disperse, sobre el cual se echará una solución fuerte de fenol (del 5 a 10%) y se le dejará actuar.

Cuando se rompe un tubo en la centrífuga, los portatubos deben autoclavearse y la centrífuga desinfectarse con solución de fenol, antes de volver a usarla. No debe abrirse hasta pasados al menos 30 min.


Manipulación de masa bacteriana

  1. Después de usar las espátulas, asas, agujas, etc. en la manipulación de masa, éstas no deben flamearse directamente en la llama, pues las partículas de masa pueden saltar, lo cual es altamente peligroso. En el caso de las asas se recomienda, después de su uso, sumergirlas y frotarlas en arena con solución de alcohol, y por último flamearlas; el resto de los instrumentos se depositarán en cubos o cubetas para su posterior esterilización habitual en autoclave.

  2. Para evitar la contaminación accidental de la mesa o el piso y lograr una desinfección más efectiva en caso de accidente, la manipulación de masas o soluciones bacterianas debe hacerse sobre una bandeja de metal.


Limpieza y esterilización

  1. Las mesas de trabajo, las bandejas y los pisos deben limpiarse y desinfectarse después del trabajo. Los tubos con CU deben mantenerse en posición vertical, cuidando que la tapa siempre se mantenga hacia arriba y cerrada. Si se viran, el agua de condensación que puede contener puede llegar a la tapa y derramarse; de esta forma contaminar el tubo por fuera y las manos del personal que los manipulan.

  2. Las cepas que van a ser transportadas deben estar en un medio seco sin ninguna agua de condensación, en tubos con medios en cuña, tapa con cierre hermético, preferiblemente de goma o tubos con tapa de rosca.

  3. Todo el material contaminado (muestras, recipientes, etc.), debe ser esterilizado en autoclave durante 30 min a 121°C.

  4. El material que va directamente al autoclave en los cubos o cubetas no debe trasegarse de un recipiente a otro, después de descartarse dentro de ellos.


Limpieza de los portaobjetos después de su uso

  1. Se colocan en una cubeta con fenol al 5%.

  2. Se hierven en una solución fuerte de sosa o de detergente durante 15 min.

  3. Se lavan con agua abundante para eliminar la sosa o el detergente.

  4. Se colocan en solución sulfocrómica al 10% durante 24 h.

  5. Se enjuagan con abundante agua.

  6. Se pasan por agua destilada.

  7. Se secan en el horno.



I.IV. Reactivos, soluciones y medios de cultivo para el diagnóstico


Reactivos químicos

Todo laboratorio de diagnóstico de TB y otras micobacterias debe velar por tener los compuestos químicos relacionados en el cuadro 1.


Tabla I.V. Relación de reactivos

Asparagina

Fosfato disódico (Na2HPO4)

Bromuro de cianógeno

Fosfato monopotásico anhídro

Dextrosa (glucosa)

(KH2PO4)

Fosfato disódico 12H20

Piruvato de sodio

Fucsina básica

Bencidina

Glicerol

Ácido sulfúrico

Ácido hidroclorhídrico

Fosfato trisódico

Citrato de magnesio

Sulfato de bario

Sulfato de magnesio 7H20

Hidróxido de sodio

Verde de malaquita (oxalato)

Rojo fenol

Azul de metileno cloruro

Hipoclorito de sodio al 5%


Soluciones

  1. Solución fucsina fenicada de ZN

Fucsina básica (en polvo)

5 g

Alcohol de 95°

100 mL

Fenol licuado *

55 mL

Agua destilada hasta

1 000 mL


*Se pesa 1 kg del ácido fénico cristalizado y se le añade 100 mL de agua destilada. Se calienta hasta completa disolución. Se deja enfriar y se conserva líquido. 1,1 mL de esta solución es igual a 1 g de fenol.


  1. Disolver la fucsina en alcohol y el volumen se lleva a 1 000 mL con la solución de ácido fénico. Después de disolver y mezclar bien, se deja 24 horas en la incubadora a 37°C.

  2. Filtrar por papel de filtro y queda lista para ser usada.


  1. Solución decolorante (alcohol-ácido).

Ácido clorhídrico concentrado

3 mL

Alcohol al 70%

97 mL


  1. Solución acuosa de ácido sulfúrico al 20%.

  2. Solución acuosa de azul de metileno al 0,1%.

  3. Colorante de contraste.

  4. Solución de bromuro de cianógeno (a partir de bromo):

  1. Colocar en un erlenmeyer 4 mL de agua destilada, añadir 0,2 mL de bromo, revolver. El bromo se disuelve parcialmente en el agua (siempre queda una parte sin disolver) y le da una coloración amarillenta.

  2. Añadir gota a gota la solución de cianuro de sodio o potasio al 10% revolviendo siempre. En la medida que se añade el cianuro, éste va reaccionando con el bromo disuelto, formándose bromuro de cianógeno al mismo tiempo que se disuelve el residuo de bromo hasta desaparecer. Cuando esto ocurre, todavía queda el agua con color amarillento, entonces, se sigue añadiendo hasta que justamente desaparezca la coloración; se obtiene así una solución de bromuro de cianógeno al 10% aproximadamente. Se conserva en frío por varias semanas.


  1. Solución amortiguadora, pH=7:

Fosfato disódico Na2HP04.2H20

1,12 g

Agua destilada

100 mL

Fosfato monopotásico anhidro

0,19 g

Agua destilada

100 mL

  1. Medir 64 mL de la solución de fosfato disódico y añadir aproximadamente 36 mL de la solución de fosfato monopotásico.

  2. Comprobar el pH y ajustarlo a pH=7,0 añadiendo una u otra solución.

  1. Solución alcohólica de bencidina al 3%.

  2. Solución de peróxido de hidrógeno (preparar en el momento de usarse):


Solución amortiguadora de fosfato 0,067M a pH 7,0

(Solución 1)

Na2HPO4 (anhidro)...........................................................................9,47 g

Agua destilada..................................................................................1000 ml

Disolver el fosfato disódico en agua destilada para obtener una solución 0,067M.

(Solución 2)

KH2PO4...........................................................................................9,07 g

Agua destilada.................................................................................1000 ml

Disolver el fosfato monopotásico en agua destilada para obtener una solución 0,067M.

Para preparar la solución buffer fosfato a pH 7, mezcle 61,1 ml de la solución #1 con 38.9 ml de la solución #2. Chequear en un pH metro.

Solución de Tween al 10%

Tween 80.............................................................................................10 ml

Agua destilada.....................................................................................90 ml

Colocar en el autoclave a 121oC durante 10 minutos. El Tween puede precipitar durante la esterilización y en ese caso habrá que resuspenderlo por agitación inmediatamente después de esterilizar y mientras se enfría. Mantener a 5oC.

Peróxido de hidrógeno al 30%, almacenado a 5oC.

Justo antes de comenzar la prueba, mezcle en partes iguales el Tween 80 al 10% y el peróxido de hidrógeno al 30%. Calcular 0,5 ml de reactivo para cada CU. Use guantes para manipular la solución de peróxido.


  1. Solución de fosfato trisódico:

Fosfato trisódico al 23% (PO4.12H2O) o al 10% (PO4Na3) anhidro:

  1. Distribuir en cantidades de 2 mL en tubos de tapa de rosca de 150 x 20.

  2. Esterilizar a 121°C durante 15 min en autoclave.

  1. Solución de sulfato de bario al 5% :

Envasar en frasco gotero y esterilizar a 121°C durante 15 min.

  1. Solución sulfocrómica para limpieza de la cristalería:

Dicromato de potasio (comercial)

60 g

Agua destilada

300 mL


  1. Disolver el bicromato al calor.

  2. Enfriar y se le añade ácido sulfúrico comercial (460 mL).

Nota: el ácido se añade al agua, nunca el agua al ácido.


Medios de cultivo


  1. Medio UIT (Lowenstein-Jensen)

  1. Solución salina:


Fosfato monopotásico (PO4H2K)

2,4 g

Sulfato de magnesio

0,24 g

Citrato de magnesio

0,6 g

Asparagina

3,6 g

Glicerina (bidestilada)

12,0 mL

Verde malaquita al 2%

20,0 mL

Agua destilada

600 mL

(Esterilizar a 121 °C en autoclave durante 15 min)

  1. Huevos enteros (1 000 mL):

  • Mezcla de huevos: deben usarse huevos frescos. Los huevos se lavan con abundante agua utilizando una gasa o cepillo suave. Luego sumergir en alcohol al 70 % durante 15 min y dejar secar. Romper los huevos asépticamente. Depositar las claras y yemas en un frasco estéril.


  1. Terminación:

  • Mezclar homogéneamente:

Solución salina

600 mL

Huevos homogeneizados

1 000 mL


Distribuir en tubos con tapa de rosca y coagular en posición inclinada en horno de tiro de aire forzado (o impisador) durante 50 min a 82°C.

  • Dejar enfriar los tubos en el mismo coagulador y ajustar las tapas antes de guardarlos.

Nota: el medio LJ modificado, para el método lento de precipitación con fosfato trisódico, se le adiciona 14 g de fosfato monopotásico en lugar de los 2,4 g de la fórmula normal. El medio LJ modificado (LJ-M) se usará sólo en el método de pretratamiento con fosfato trisódico. Para subcultivos y el resto de las pruebas de CU se usará siempre el LJ original.

  1. Medio de Stonebrink


  1. Solución salina:

PO4KH2

0,7 g

PO4Na2H.H2O

0,4 g

Agua destilada

100 mL

Ácido pirúvico (ó piruvato de sodio)

1 mL (ó 1,5 g)


  1. Preparación:

  • Ajustar el pH=6,5 con NaOH.

  • Agregar 5 mL de verde malaquita al 2%.

  • Esterilizar en autoclave a 110 °C durante 15 min.

  • Dejarlo enfriar.

  • Añadir huevos enteros 200 mL

  • Coagular a 85°C durante 30 min.


Nota: en vez del medio Stonebrink puede usarse el medio LJ con piruvato si se añade 0,5% de piruvato de sodio a la fórmula normal.


  1. Medio de Ogawa

  1. Solución salina:


PO4H2K

3 g

Glutamato de sodio

3 g

Verde malaquita al 2 %

18 mL

Glicerina

18 mL

Agua destilada

300 mL


  1. Preparación:

- A los 300 mL de solución salina se le añaden 600 mL de huevos batidos.

- Coagular a 90°C durante 1 h.




I.V. Control de Calidad de la Baciloscopia y el Cultivo.


  1. Control de Calidad de la Baciloscopia.

Técnica de recoloración de las láminas de esputo BAAR para la relectura de las láminas:

  1. No es necesario decolorar la lámina para realizar la nueva tinción. Filtrar la fucsina antes de ser utilizada

  2. Cubrir con la fucsina el portaobjeto y aplicar calor hasta la emisión de vapores y dejar actuar por 10 minutos (en ese tiempo se puede aplicar calor 2 ó 3 veces).

  3. Enjuagar con abundante agua y escurrir

  4. Aplicar el alcohol clorhídrico al 3% por 2 minutos.

  5. Enjuagar con abundante agua y escurrir.

  6. Cubrir el portaobjeto con azul de metileno 1% por 45 segundos

  7. Enjuagar con abundante agua y dejar secar al aire.


Indicadores de calidad de la Baciloscopía.

Tasa de falsos positivos (FP).

Tasa de falsos negativos (FN)

Tasa de errores de codificación (TEC)


Fórmulas para calcular Indicadores de calidad:

Láminas informadas positivas por el laboratorio supervisado

y negativas por el supervisor


X 100


Total de láminas evaluadas


a) FP =


Láminas informadas negativas por el laboratorio supervisado

y positivas por el supervisor


X 100


Total de láminas evaluadas


  1. FN =



Láminas informadas con errores de codificación



Total de láminas positivas


X 100

  1. EC =



Algunos ejemplos para informar el resultado del control de calidad en dependencia de las deficiencias encontradas.

Valores esperados para:

Calidad de las muestras (buenas): 70%.

Calidad de los extendidos (buenos): 90%.

Calidad de la coloración (buena): 95%


Calidad de las muestras:

1.- Calidad de las muestras: buena. La mayoría de las muestras han sido calificadas como mucosas o mucopurulentas, hecho que indica que las instrucciones al paciente se hacen en forma adecuada y que en el laboratorio se escoge la partícula adecuada.

2.- Calidad de las muestras: Se observa una proporción mayor que la habitual de láminas calificadas como saliva; como este tipo de muestra no proviene del sitio de la lesión, puede producir resultados falsos negativos.

El hecho puede deberse a): deficiente indicación al paciente sobre la mejor manera de producir una buena expectoración; B) solicitud de BK a personas que no tienen catarro. Se sugiere investigar la posible causa para mejorar la calidad.


Calidad de los extendidos:

1.- Calidad de los extendidos: Existe una tendencia a realizar extendidos gruesos y poco homogéneos. Los campos con demasiada cantidad de muestra pueden ocultar campos con bacilos, mientras que al leer varios campos vacíos se disminuye la probabilidad de encontrar bacilos, originando resultados falsos negativos. Se recomienda tomar menos cantidad de muestra y extenderlos en forma homogénea a lo largo del portaobjetos.

2.- Calidad de los extendidos: Se observa una alta proporción de extendidos finos que pueden deberse a la calidad de muestra inadecuada (saliva); sin embargo también los extendidos de muestras mucosas y mucopurulentas son finos, por lo que puede sospecharse una tendencia a realizar extendidos finos. La BK es una técnica con una limitada sensibilidad, la posibilidad de resultados positivos en muestras de enfermos está muy relacionada con la cantidad de esputo que se examine, lo que puede resultar en falsos negativos. Se sugiere seleccionar la partícula útil de las muestras mucosas y mucupurulentas, sin que lleguen a ser demasiado gruesos y en caso de ser saliva dar instrucciones adecuadas al paciente para una adecuada toma de la muestra.

3.- Calidad de los extendidos: Se observa una tendencia a realizar extendidos cortos. Puesto que la BK es una técnica de una sensibilidad limitada, al extender poca cantidad de muestra está disminuída la probabilidad de encontrar bacilos, especialmente en muestras con escasa cantidad de bacilos, lo que puede resultar en falsos negativos. .Se sugiere realizar extendidos de manera que ocupen las 2/3 partes del portaobjetos.


Calidad de las coloraciones:

1.- Calidad de las coloraciones: Se observa una alta proporción de extendidos con decoloración insuficiente hecho que puede deberse al grosor de los extendidos. La falta de decoloración puede confundir BAAR y dar origen a resultados falsos positivos; además puede ser dificultoso diferenciar BAAR y producir resultados falsos negativos. Se sugiere revisar los tiempos de la decoloración y realizar los extendidos más homogéneos y con menos cantidad de muestra.

2.- Calidad de las coloraciones: Se observa una alta proporción de extendidos con cristales de fucsina. Estos pueden ser confundidos con bacilos y dar resultados falsos positivos y por otra parte no diferenciarse los BAAR originando falsos resultados negativos. Se recomienda filtrar la fucsina antes de cada jornada de trabajo, no recalentarla durante el proceso de coloración o revisar la concentración de la misma.

3.- Calidad de las coloraciones: Se observa una alta proporción de extendidos con decoloración insuficiente. La falta de decoloración puede confundir BAAR y dar origen a resultados falsos positivos; además puede ser dificultoso diferenciar BAAR y producir resultados falsos negativos. Se sugiere revisar los tiempos de la decoloración.


Calidad de la lectura:

1.- Calidad de las lecturas: Se observa una discordancia, un “falso negativo” en la lámina 8084. Se sugiere averiguar si la muestra correspondía a un exámen de diagnóstico o si se trata de un control de tratamiento. Hay que tener en cuenta que en extendidos de bajo contenido bacilar la reproducibilidad de la BK es del 50%. Se observa una tendencia a lecturas semicuantitativas más bajas que las del laboratorio de referencia., este hecho puede tener importancia pues puede inducir a lecturas falsas negativas en muestras con pocos bacilos, como ocurrió en la lámina 8084. Se recomienda leer mayor número de campos en un tiempo no menor de 10 minutos.

2.- Calidad de las lecturas: Se encontraron dos discordancias. Un “falso negativo” en la lámina 848. Se sugiere averiguar si la muestra correspondía a un exámen de diagnóstico o si se trata de un control de tratamiento. Y además, un “falso positivo” en la lámina 815, que puede estar relacionado a los cristales de fucsina. Se sugiere averiguar si el paciente tiene otra BK realizada o CU, filtrar la fucsina antes de cada jornada de trabajo, no recalentarla durante el proceso de coloración o revisar la concentración de la misma.

Preparación del Panel de Láminas: La confección del panel puede realizarse a partir de láminas concordantes del rechequeo de láminas a ciegas.

Preparación: A partir de láminas concordantes del RLC: colocar las láminas en un portaláminas y colocarlas en una incubadora por 1 mes a temperatura de 37 0 C y humedad elevada. Revisar al mes si los bacilos están decolorados o no, si todavía persiste la coloración rosada, dejar por 1 mes más y volver a observar. Luego remover el color azul con alcohol ácido al 3%.

- Interpretación de los resultados del panel: La evaluación del desempeño del personal de laboratorio se realizará basado en uno de los cuatro sistemas propuestos en el manual “External Quality Assessment for AFB smears”, 2002.

  • Identificaron de FPA o FNA: puntuación de 0 puntos.

  • Identificaron de FPB, FNB o EC: la puntuación otorgada fue de 5 puntos.

  • Láminas concordantes: puntuación de 10 puntos.

Se considerará un desempeño aceptable a los laboratorios que presentaron una puntuación igual o mayor de 80 puntos. Los resultados obtenidos junto a las recomendaciones (de ser necesario), serán enviados a las unidades.


Control de calidad del medio de cultivo a base de huevos (Loweistein Jensen)

Prueba de sensibilidad: se puede realizar de dos formas: inoculando regularmente las muestras respiratorias de diagnóstico con BK positiva o inoculando 0,2 mL de una dilución de 10 -6, a partir de una suspensión de bacilos de M. tuberculosis 5 tubos de medio de un lote anterior (lote de referencia) y en 5 tubos del lote nuevo.

Preparación de las diluciones para la inoculación

Realizar una suspensión bacteriana a partir de una cepa H37Rv.

Realizar una dilución 1/10, similar a la escala 0.5 de MacFarland.

Realizar diluciones hasta 10 -6. (Aproximadamente 10 000 – 15 000 UFC).

Inocular en 5 tubos del lote anterior (referencia) y en 5 tubos del lote nuevo tomados al azar.

Incubar a 370 C y realizar las lecturas los días 20 y 60 posteriores a la incubación.


Si el número de colonias obtenidas en el lote recién preparado (o recién adquirido) es significativamente menor (+/- 2 desviaciones estándar) al obtenido con el lote tomado como referencia, la sensibilidad es inadecuada.

De cualquiera de las dos maneras la positividad del CU debe ser igual o mayor a la positividad de la BK.


Fórmulas para calcular los indicadores de calidad del CU.


ACD = __________C___________ X 100

A + B + C + D + E


% BK(+) CU (-) = __________D___________ X 100

A + B + C + D + E


TC = ____Tubos contaminados___ X 100

Total de tubos inoculados


Interpretación de los resultados: Para un buen desempeño del personal del laboratorio los indicadores calculados deben oscilar:

Hasta un 20 – 30% para el ACD.

2 – 3% para % BK(+) / CU (-)

Hasta 2 - 5% para la tasa de contaminación



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